Зберігання клітин в альгінатних мікросферах та капсулах структури «ядро–оболонка» за амбієнтних температур
DOI:
https://doi.org/10.31073/onehealthjournal2026-II-03Ключові слова:
мезенхімальні стромальні клітини, HeLa, альгінатні мікросфери, капсули «ядро–оболонка», фактор росту фібробластів, амбієнтне зберігання, 3D-культура, інкапсуляція, альгінатАнотація
Розробка ефективних систем короткострокового зберігання клітин є важливою передумовою впровадження клітинних технологій у регенеративній медицині, особливо в умовах обмеженої інфраструктури та під час транспортування клітинних препаратів. Метою дослідження було оцінити вплив типу тривимірної системи культивування (альгінатні мікросфери та капсули структури «ядро–оболонка» з різним складом ядра) та додавання фактора росту фібробластів (ФРФ) на збереження життєздатності й метаболічної активності мезенхімальних стромальних клітин кісткового мозку людини та клітин лінії HeLa під час зберігання за амбієнтної температури. МСК та клітини HeLa інкапсулювали в альгінатні мікросфери або в капсули структури «ядро–оболонка» з ядром на основі культурального середовища, желатину або плазми крові свиней методом електророзпилення та коаксіального електророзпилення. Після 17 діб культивування капсули зберігали за температури +22 °C протягом 7 діб. Життєздатність визначали методом виключення трипанового блакитного та флуоресцентним фарбуванням (FDA/EthD-1). Метаболічну активність оцінювали за допомогою тесту Alamar Blue з нормалізацією показників до початку амбієнтного зберігання. Статистичний аналіз проводили з використанням двофакторного дисперсійного аналізу та mixed-effects моделі. Встановлено, що зі збільшенням тривалості амбієнтного зберігання показники життєздатності та метаболічної активності достовірно знижувалися в усіх групах (p < 0,0001), проте ступінь змін залежав від типу мікрооточення та клітинної моделі. Тривимірна інкапсуляція забезпечувала більш стабільні показники порівняно з моношаровою культурою, особливо на 7-му добу зберігання. Найбільш сприятливі результати для обох клітинних типів отримано в альгінатних мікросферах та в капсулах із ядром на основі культурального середовища. Використання желатинового або плазмового ядра супроводжувалося більшою варіабельністю та вираженішим зниженням функціональних показників, особливо за відсутності ФРФ. Позитивний вплив ФРФ на збереження клітин був більш вираженим для МСК, тоді як для HeLa його ефект мав обмежений характер. Тип 3D-системи та склад ядра капсул є ключовими чинниками підтримання функціонального стану клітин за амбієнтного зберігання. Альгінатні мікросфери та капсули з ядром на основі культурального середовища демонструють найбільший потенціал для розробки ефективних технологій короткострокового зберігання клітинних продуктів за умов навколишнього середовища. Додавання фактора росту фібробластів підвищує стійкість мезенхімальних стромальних клітин до стресових умов та може розглядатися як додатковий модулюючий компонент у складі систем зберігання.
Посилання
Galipeau J., Sensebe L. Mesenchymal Stromal Cells: Clinical Challenges and Therapeutic Opportunities. Cell Stem Cell. 2018;22(6):824–833. doi:10.1016/j.stem.2018.05.004.
Jovic D., Yu Y., Wang D., et al. A Brief Overview of Global Trends in MSC-Based Cell Therapy. Stem Cell Rev Rep. 2022;18(5):1525–1545. doi:10.1007/s12015-022-10369-1.
Cheng H.-Y., Anggelia M., Liu S.-C., Lin C.-F., Lin C.-H. Enhancing Immunomodulatory Function of Mesenchymal Stromal Cells by Hydrogel Encapsulation. Cells. 2024;13(3). doi:10.3390/cells13030210.
Pogozhykh D., Prokopyuk V., Pogozhykh O., Mueller T., Prokopyuk O. Influence of Factors of Cryopreservation and Hypothermic Storage on Survival and Functional Parameters of Multipotent Stromal Cells of Placental Origin. PLoS One. 2015;10(10):e0139834. doi:10.1371/journal.pone.0139834.
Wang J., Li R. Effects, methods and limits of the cryopreservation on mesenchymal stem cells. Stem Cell Res Ther. 2024;15(1):337. doi:10.1186/s13287-024-03954-3.
Mand M., Hahn O., Meyer J., Peters K., Seitz H. Investigation of the Effect of High Shear Stress on Mesenchymal Stem Cells Using a Rotational Rheometer in a Small-Angle Cone-Plate Configuration. Bioengineering (Basel). 2024;11(10). doi:10.3390/bioengineering11101011.
Veronesi E., Murgia A., Caselli A., et al. Transportation conditions for prompt use of ex vivo expanded and freshly harvested clinical-grade bone marrow mesenchymal stromal/stem cells for bone regeneration. Tissue Eng Part C Methods. 2014;20(3):239–251. doi:10.1089/ten.TEC.2013.0250.
Andersen T., Auk-Emblem P., Dornish M. 3D Cell Culture in Alginate Hydrogels. Microarrays (Basel). 2015;4(2):133–161. doi:10.3390/microarrays4020133
Sarker B., Rompf J., Silva R., et al. Alginate-based hydrogels with improved adhesive properties for cell encapsulation. Int J Biol Macromol. 2015;78:72–78. doi:10.1016/j.ijbiomac.2015.03.061.
Simo G., Fernandez-Fernandez E., Vila-Crespo J., Ruiperez V., Rodriguez-Nogales J. Research progress in coating techniques of alginate gel polymer for cell encapsulation. Carbohydr Polym. 2017;170:1–14. doi:10.1016/j.carbpol.2017.04.013.
Nooeaid P., Chuysinuan P., Techasakul S. Alginate/gelatine hydrogels: characterisation and application of antioxidant release. Green Materials. 2017;5(4):153–164. doi:10.1680/jgrma.16.00020
Alizadeh Sardroud H., Nemati S., Baradar Khoshfetrat A., Nabavinia M., Beygi Khosrowshahi Y. Barium-cross-linked alginate-gelatine microcapsule as a potential platform for stem cell production and modular tissue formation. J Microencapsul. 2017;34(5):488–497. doi:10.1080/02652048.2017.1354940.
Ghaleh A., Saghati S., Rahbarghazi R., et al. Static and dynamic culture of human endothelial cells encapsulated inside alginate-gelatin microspheres. Microvasc Res. 2021;137:104174. doi:10.1016/j.mvr.2021.104174.
Barron C., He J.-Q. Alginate-based microcapsules generated with the coaxial electrospray method for clinical application. J Biomater Sci Polym Ed. 2017;28(13):1245–1255. doi:10.1080/09205063.2017.1318030.
Gryshkov O., Mutsenko V., Tarusin D., et al. Coaxial Alginate Hydrogels: From Self-Assembled 3D Cellular Constructs to Long-Term Storage. Int J Mol Sci. 2021;22(6). doi:10.3390/ijms22063096.
Mehregan Nikoo A., Kadkhodaee R., Ghorani B., Razzaq H., Tucker N. Controlling the morphology and material characteristics of electrospray generated calcium alginate microhydrogels. J Microencapsul. 2016;33(7):605–612. doi:10.1080/02652048.2016.1228707.
Nguyen D., Son Y., Lee N.-E. Hydrogel Encapsulation of Cells in Core-Shell Microcapsules for Cell Delivery. Adv Healthc Mater. 2015;4(10):1537–1544. doi:10.1002/adhm.201500133.
Schafer R., Daikeler T. Mesenchymale Stamm-/Stromazellen: Therapeutisches Potenzial in der Behandlung von Autoimmunerkrankungen. Z Rheumatol. [Mesenchymal stem/stroma cells: Therapeutic potential in the treatment of autoimmune diseases]. 2016;75(8):786–794. doi:10.1007/s00393-016-0161-8.
Przybylo M., Glogocka D., Dobrucki J., et al. The cellular internalization of liposome encapsulated protoporphyrin IX by HeLa cells. Eur J Pharm Sci. 2016;85:39–46. doi:10.1016/j.ejps.2016.01.028.
Trufanova N., Hubenia O., Kot Y., et al. Metabolic Mode of Alginate-Encapsulated Human Mesenchymal Stromal Cells as a Background for Storage at Ambient Temperature. Biopreserv Biobank. 2025;23(5):431–438. doi:10.1089/bio.2024.0103
Nickle A., Ko S., Merrill A. Fibroblast growth factor 2. Differentiation. 2024;139:100733. doi:10.1016/j.diff.2023.10.001
Yun Y.-R., Won J., Jeon E., et al. Fibroblast growth factors: biology, function, and application for tissue regeneration. J Tissue Eng. 2010;2010:218142. doi:10.4061/2010/218142
Akl M., Nagpal P., Ayoub N., et al. Molecular and clinical significance of fibroblast growth factor 2 (FGF2/bFGF) in malignancies of solid and hematological cancers for personalized therapies. Oncotarget. 2016;7(28):44735–44762. doi:10.18632/oncotarget.8203
Gannoun-Zaki L., Pieri I., Badet J., Barritault D. Interaction of basic fibroblast growth factor (FGF-2) with nonresponsive HeLa cells. Exp Cell Res. 1994;213(2):375–382. doi:10.1006/excr.1994.1212
Edmunds W., Kargi F., Sorenson C. Mass transfer effects in microencapsulated hybridoma cells producing monoclonal antibodies. Appl Biochem Biotechnol. 1989;20-21:603–619. doi:10.1007/bf02936512
Kasinskas R., Venkatasubramanian R., Forbes N. Rapid uptake of glucose and lactate, and not hypoxia, induces apoptosis in three-dimensional tumor tissue culture. Integr Biol (Camb). 2014;6(4):399–410. doi:10.1039/c4ib00001c
Place T., Domann F., Case A. Limitations of oxygen delivery to cells in culture: An underappreciated problem in basic and translational research. Free Radic Biol Med. 2017;113:311–322. doi:10.1016/j.freeradbiomed.2017.10.003
Diener C., Munoz-Gonzalez F., Encarnacion S., Resendis-Antonio O. The space of enzyme regulation in HeLa cells can be inferred from its intracellular metabolome. Sci Rep. 2016;6:28415. doi:10.1038/srep28415
McCarthy H., Phillips H. Oxygen uptake and lactate formation of HeLa cells. Proc Soc Exp Biol Med. 1956;93(3):573–576. doi:10.3181/00379727-93-22824
Tarusin D. Encapsulation of mesenchymal stromal cells in alginate microspheres. Biotechnol. acta. 2016;9(4):58–66. doi:10.15407/biotech9.04.058
Souza J., de Rosa G., Rossi M., et al. In Vitro Biological Performance of Alginate Hydrogel Capsules for Stem Cell Delivery. Front Bioeng Biotechnol. 2021;9:674581. doi:10.3389/fbioe.2021.674581
Arumugam M., Zhang Y., Huang Y., et al. Cell encapsulated biomaterials for translational medicine. Bioact Mater. 2026;56:402–454. doi:10.1016/j.bioactmat.2025.10.021
Nebel S., Lux M., Kuth S., et al. Alginate Core-Shell Capsules for 3D Cultivation of Adipose-Derived Mesenchymal Stem Cells. Bioengineering (Basel). 2022;9(2). doi:10.3390/bioengineering9020066
Yu L., Grist S., Nasseri S., et al. Core-shell hydrogel beads with extracellular matrix for tumor spheroid formation. Biomicrofluidics. 2015;9(2):24118. doi:10.1063/1.4918754
Hettiaratchi M., Schudel A., Rouse T., et al. A rapid method for determining protein diffusion through hydrogels for regenerative medicine applications. APL Bioeng. 2018;2(2):26110. doi:10.1063/1.4999925
Sonker A., Dubey A. Determining the Effect of Preparation and Storage: An Effort to Streamline Platelet Components as a Source of Growth Factors for Clinical Application. Transfus Med Hemother. 2015;42(3):174–180. doi:10.1159/000371504
Chisini L., Karam S., Noronha T., et al. Platelet-Poor Plasma as a Supplement for Fibroblasts Cultured in Platelet-Rich Fibrin. Acta Stomatol Croat. 2017;51(2):133–140. doi:10.15644/asc51/2/6
Aizman I., Vinodkumar D., McGrogan M., Bates D. Cell Injury-Induced Release of Fibroblast Growth Factor 2: Relevance to Intracerebral Mesenchymal Stromal Cell Transplantations. Stem Cells Dev. 2015;24(14):1623–1634. doi:10.1089/scd.2015.0083
Khatab S., Leijs M., van Buul G., et al. MSC encapsulation in alginate microcapsules prolongs survival after intra-articular injection, a longitudinal in vivo cell and bead integrity tracking study. Cell Biol Toxicol. 2020;36(6):553–570. doi:10.1007/s10565-020-09532-6
Vackova I., Vavrinova E., Musilkova J., Havlas V., Petrenko Y. Hypothermic Storage of 3D Cultured Multipotent Mesenchymal Stromal Cells for Regenerative Medicine Applications. Polymers (Basel). 2022;14(13). doi:10.3390/polym14132553
Corwin W., Baust J., Baust J., van Buskirk R. Characterization and modulation of human mesenchymal stem cell stress pathway response following hypothermic storage. Cryobiology. 2014;68(2):215–226. doi:10.1016/j.cryobiol.2014.01.014
Gostage J., Domingo-Lopez D., Tarpey R., Duffy G., Levey R. From cold chain to ambient: Benefits, risks, and evidence across cell therapy logistics. Mol Ther Methods Clin Dev. 2025;33(4):101613. doi:10.1016/j.omtm.2025.101613
##submission.downloads##
Опубліковано
Як цитувати
Номер
Розділ
Ліцензія
Авторське право (c) 2026 Журнал One Health Journal

Ця робота ліцензується відповідно до Creative Commons Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 International License.

