APPLICATION OF PCR AND PCR-BASED TECHNIQUES IN VETERINARY MEDICINE

А. Герілович; О. Чечет; В. Коваленко; М. Сушко; М. Романько; І. Коровін; І. Герілович

doi:10.31073/onehealthjournal2023-IV-06

Автор(и)

А. Герілович Державний науково-дослідний інститут з лабораторної діагностики та ветеринарносанітарної експертизи, Київ (Україна); ГО «Інститут єдиного здоров'я», Харків (Україна) https://orcid.org/0000-0002-3280-4172
О. Чечет Державний науково-дослідний інститут з лабораторної діагностики та ветеринарносанітарної експертизи, Київ (Україна) https://orcid.org/0000-0001-5099-5577
В. Коваленко Державний науково-дослідний інститут з лабораторної діагностики та ветеринарносанітарної експертизи, Київ (Україна) https://orcid.org/0000-0002-2416-5219
М. Сушко Державний науково-дослідний інститут з лабораторної діагностики та ветеринарносанітарної експертизи, Київ (Україна) https://orcid.org/0000-0003-2723-9903
М. Романько Державний науково-дослідний інститут з лабораторної діагностики та ветеринарносанітарної експертизи, Київ (Україна) https://orcid.org/0000-0003-0285-5603
І. Коровін ГО «Інститут єдиного здоров'я», Харків (Україна) https://orcid.org/0000-0003-4009-346X
І. Герілович ННЦ «Інститут експериментальної та клінічної ветеринарної медицини», м. Харків (Україна)

DOI:

https://doi.org/10.31073/onehealthjournal2023-IV-06

Ключові слова:

ДНК, ПЛР-детекція, РНК, моніторинг, ветеринарна медицина

Анотація

Для практики ветеринарної медицини розроблені нові тести для виявлення та диференціації патогенів тварин. Необхідна ретельна систематизація молекулярних засобів для визначення їх місця застосування в існуючій системі епізоотологічного та епідеміологічного нагляду. Сьогодні молекулярно-генетичні тести, в тому числі ПЛР, використовуються у ветеринарній медицині та сільському господарстві в наступних цілях:
- моніторинг та діагностика інфекційних та деяких інвазійних захворювань,
- диференціації збудників інфекційних захворювань тварин, вивчення їх еколого- географічних особливостей, дрейфу генетичної мінливості та еволюції,
- дослідження молекулярних механізмів імунної відповіді та взаємодії хазяїн-патоген,
- контроль якості та безпечності сільськогосподарської продукції, в тому числі харчових продуктів і кормів,
- контроль якості та безпечності генетичних ресурсів тварин,
- контроль за циркуляцією патогенів у об'єктах навколишнього середовища,
- аналіз походження та сертифікація порід продуктивних і непродуктивних тварин тощо.

Застосування молекулярно-генетичних методів моніторингу та ранньої діагностики регламентується Інструкцією та Кодексом Всесвітньої організації охорони здоров’я тварин (ВООЗТ, WOAH), Програмою глобального контролю за інфекційними хворобами Всесвітньої організації охорони здоров’я (ВООЗ), інструктивними документами з моніторингу інфекційних хвороб тварин і контролю безпечності сільськогосподарської продукції FАО. Велика кількість тестів, заснованих на методах молекулярної діагностики, рекомендовані для використання в програмах контролю інфекційних захворювань тварин, як нових, так і економічно значущих, у США, Канаді та країнах Європейського Союзу. У статті узагальнено сучасні масштаби розробок на основі ПЛР та шляхи їх впровадження в практику ветеринарної медицини.

Посилання

Remenyi, R., Qi, H., Su, S. Y., Chen, Z., Wu, N. C., Arumugaswami, V., Truong, S., Chu, V., Stokelman, T., Lo, H. H., Olson, C. A., Wu, T. T., Chen, S. H., Lin, C. Y., and Sun, R. (2014). ‘A comprehensive functional map of the hepatitis C virus genome provides a resource for probing viral proteins’; mBio; 5(5):e01469-14. doi.:10.1128/mBio.01469-14.

McGinnis, J., Laplante, J., Shudt, M., and George, K. S. (2016). ‘Next generation sequencing for whole genome analysis and surveillance of influenza A viruses’; J Clinic Virol: Officl Public Pan American Society Clinic Virol; 79:44–50. doi.:10.1016/j.jcv.2016.03.005.

Laiho, J. E., Oikarinen, S., Oikarinen, M., Larsson, P. G., Stone, V. M., Hober, D., Oberste, S., Flodström-Tullberg, M., Isola, J., and Hyöty, H. (2015). ‘Application of bioinformatics in probe design enables detection of enteroviruses on different taxonomic levels by advanced in situ hybridization technology’; J Clinic Virol : Offic Public Pan American Society Clinic Virol; 69:165–171. doi.:10.1016/j.jcv.2015.06.085.

Whelan, S., Liò, P., and Goldman, N. (2001). ‘Molecular phylogenetics: state-of-the-art methods for looking into the past’; Trends Genetic: TIG; 17(5):262–272. doi.:10.1016/s0168- 9525(01)02272-7.

Lucchini V. (2003). ‘AFLP: a useful tool for biodiversity conservation and management’; Comptes Rendus Biol; 326(1): S43–S48. doi.:10.1016/s1631-0691(03)00026-x.

Springer, A., Glass, A., Probst, J., and Strube, C. (2021). ‘Tick-borne zoonoses and commonly used diagnostic methods in human and veterinary medicine’; Parasitol Res; 120(12):4075– 4090. doi.:10.1007/s00436-020-07033-3.

Guan, H., Zhang, J., Xiao, Y., Sha, D., Ling, X., and Kan, B. (2016). ‘Evaluation of PCR Based Assays for the Improvement of Proportion Estimation of Bacterial and Viral Pathogens in Diarrheal Surveillance’; Front Microbiol; 7:386. doi.:10.3389/fmicb.2016.00386.

Mahbubani, M. H., Bej, A. K., Miller, R. D., Atlas, R. M., DiCesare, J. L., and Haff, L. A. (1991). ‘Detection of bacterial mRNA using polymerase chain reaction’; BioTechniq; 10(1):48–49.

Phillips, S., Vodstrcil, L. A., Huston, W. M., Lawerence, A., Timms, P., Chen, M. Y., Worthington, K., McIver, R., Bradshaw, C. S., Garland, S. M., Tabrizi, S. N., and Hocking, J. S. (2018). ‘Detection of Chlamydia trachomatis mRNA using digital PCR as a more accurate marker of viable organism’; Europ J Clinic Microbiol Infect Dis: Offic Public Europ Society Clinic Microbiol; 37(11):2117– 2122. doi.:10.1007/s10096-018-3347-y

Rijpens, N. P., and Herman, L. M. (2002). ‘Molecular methods for identification and detection of bacterial food pathogens’; J AOAC Int; 85(4):984–995.

OIE/WOAH Terrestrial Manual online, 2022, available at: https://www.woah.org/en/what-we-do/standards/codes-and-manuals/terrestrial-manual-online-access/ .

OIE/WOAH Terrestrial Code online, 2022, available at: https://www.woah.org/en/what-we-do/standards/codes-and-manuals/terrestrial-code-online-access/ .

Hu, L., Lin, X. Y., Yang, Z. X., Yao, X. P., Li, G. L., Peng, S. Z., and Wang, Y. (2015). ‘A multiplex PCR for simultaneous detection of classical swine fever virus, African swine fever virus, highly pathogenic porcine reproductive and respiratory syndrome virus, porcine reproductive and respiratory syndrome virus and pseudorabies in swines’; Polish J Vet Sci; 18(4):715–723. doi.:10.1515/pjvs-2015- 0093.

Xu, Q., Ge, J., Li, M., Sun, E., Zhou, Y., Guo, Y., Wu, D., and Bu, Z. (2019). ‘PCR-based reverse genetics strategy for bluetongue virus recovery’; Virol J; 16(1):151. doi.:10.1186/s12985-019- 1261-2.

van Rijn, P. A., and Boonstra, J. (2021). ‘Critical parameters of real time reverse transcription polymerase chain reaction (RT-PCR) diagnostics: Sensitivity and specificity for bluetongue virus’; J Virol Methods; 295:114211. doi.:10.1016/j.jviromet.2021.114211.

Yu, Z., Zhao, Z., and Chen, L. (2022). ‘Development of a droplet digital PCR assay to detect bovine alphaherpesvirus 1 in bovine semen’; BMC Vet Res; 18:125. doi.:10.1186/s12917-022-03235-2.

Schynts, F., Baranowski, E., Lemaire, M., and Thiry, E. (1999). ‘A specific PCR to differentiate between gE negative vaccine and wildtype bovine herpesvirus type 1 strains’; Vet Microbiol; 66(3):187–195. doi.:10.1016/s0378-1135(99)00008-5.

Kamiyoshi, T., Murakami, K., Konishi, M., Izumi, Y., and Sentsui, H. (2008). ‘The presence of a deletion sequence in the BHV-1 UL49 homolog in a live attenuated vaccine for infectious bovine rhinotracheitis (IBR;. Vaccine; 26(4):477–485. doi.:10.1016/j.vaccine.2007.11.037.

Mao, Q., Ma, S., Schrickel, P. L., Zhao, P., Wang, J., Zhang, Y., Li, S., and Wang, C. (2022). ‘Review detection of Newcastle disease virus’; Front Vet Sci; 9:936251. doi.:10.3389/fvets.2022.936251.

Alexander D. J. (2008). ‘Avian influenza – diagnosis’; Zoonos Public Health; 55(1):16–23. doi.:10.1111/j.1863-2378.2007.01082.x.

Liang, H., Geng, J., Bai, S., Aimuguri, A., Gong, Z., Feng, R., Shen, X., and Wei, S. (2019). ‘TaqMan real-time PCR for detecting bovine viral diarrhea virus’; Polish J Vet Sci; 22(2):405–413. doi.:10.24425/pjvs.2019.129300.

Liu, H., Shi, K., Zhao, J., Yin, Y., Chen, Y., Si, H., Qu, S., Long, F., and Lu, W. (2022). ‘Development of a one-step multiplex qRT-PCR assay for the detection of African swine fever virus, classical swine fever virus and atypical porcine pestivirus’; BMC Vet Res; 18(1):43. doi.:10.1186/s12917-022-03144-4.

Sullivan, D. G., and Akkina, R. K. (1995). ‘A nested polymerase chain reaction assay to differentiate pestiviruses’; Virus Res; 38(2-3):231–239. doi.:10.1016/0168-1702(95)00065-x.

Martínez-Bautista, N. R., Sciutto-Conde, E., Cervantes-Torres, J., Segura-Velázquez, R., Mercado García, M. C., Ramírez-Mendoza, H., Trujillo Ortega, M. E., Delgadillo Alvarez, J., Castillo- Juárez, H., and Sanchez-Betancourt, J. I. (2018). ‘Phylogenetic analysis of ORF5 and ORF7 of porcine reproductive and respiratory syndrome (PRRS) virus and the frequency of wild-type PRRS virus in México’; Transboundary Emerging Dis; 65(4):993–1008. doi.:10.1111/tbed.12831.

Mari, V., Losurdo, M., Lucente, M. S., Lorusso, E., Elia, G., Martella, V., Patruno, G., Buonavoglia, D., and Decaro, N. (2016). ‘Multiplex real-time RT-PCR assay for bovine viral diarrhea virus type 1, type 2 and HoBi-like pestivirus’; J Virol Methods; 229:1–7. doi.:10.1016/j.jviromet.2015.12.003.

Das, A., Spackman, E., Thomas, C., Swayne, D. E., and Suarez, D. L. (2008). ‘Detection of H5N1 high-pathogenicity avian influenza virus in meat and tracheal samples from experimentally infected chickens’; Avian Dis; 52(1):40–48. doi.:10.1637/8093-082107-Reg.

Iqbal, M., Reddy, K. B., Brookes, S. M., Essen, S. C., Brown, I. H., and McCauley, J. W. (2014). ‘Virus pathotype and deep sequencing of the HA gene of a low pathogenicity H7N1 avian influenza virus causing mortality in Turkeys’; PloS one; 9(1):e87076. doi.:10.1371/journal.pone.0087076.

Jackwood, M. W. (2012). ‘Review of infectious bronchitis virus around the world’; Avian Dis; 56(4):634–641. doi.:10.1637/10227-043012-Review.1.

Gowthaman, V., Kumar, S., Koul, M., Dave, U., Murthy, T. R. G. K., Munuswamy, P., Tiwari, R., Karthik, K., Dhama, K., Michalak, I., and Joshi, S. K. (2020). ‘Infectious laryngotracheitis: Etiology, epidemiology, pathobiology, and advances in diagnosis and control - a comprehensive review’; Vet Quarterly; 40(1):140–161. doi.:10.1080/01652176.2020.1759845.

Mo, J., Angelichio, M., Gow, L., Leathers, V., and Jackwood, M. W. (2022). ‘Quantitative real-time PCR assays for the concurrent diagnosis of infectious laryngotracheitis virus, Newcastle disease virus and avian metapneumovirus in poultry’; J Vet Sci; 23(2):e21. doi.:10.4142/jvs.21153.

Jackwood, D. J. (2004). ‘Recent trends in the molecular diagnosis of infectious bursal disease viruses’; Anim Health Res Rev; 5(2):313–316. doi.:10.1079/ahr200490.

Frant, M. P., Gal-Cisoń, A., Bocian, Ł., Ziętek-Barszcz, A., Niemczuk, K., and Szczotka- Bochniarz, A. (2022). ‘African Swine Fever (ASF) Trend Analysis in Wild Boar in Poland (2014- 2020)’; Anim: Open Access J MDPI; 12(9):1170. doi.:10.3390/ani12091170.

Nishi, T., Okadera, K., Fukai, K., Yoshizaki, M., Nakasuji, A., Yoneyama, S., and Kokuho, T. (2022). ‘Establishment of a Direct PCR Assay for Simultaneous Differential Diagnosis of African Swine Fever and Classical Swine Fever Using Crude Tissue Samples’; Viruses; 14(3):498. doi.:10.3390/v14030498.

El-Mohamady, R. S., Behour, T. S., and Rawash, Z. M. (2020). ‘Concurrent detection of bovine viral diarrhoea virus and bovine herpesvirus-1 in bulls' semen and their effect on semen quality’; Int J Vet Sci Med; 8(1):106–114. doi.:10.1080/23144599.2020.1850197.

Teankum, K., Pospischil, A., Janett, F., Brugnera, E., Hoelzle, L. E., Hoelzle, K., Weilenmann, R., Zimmermann, D. R., Gerber, A., Polkinghorne, A., and Borel, N. (2007). ‘Prevalence of chlamydiae in semen and genital tracts of bulls, rams and bucks’; Theriogenol; 67(2):303–310. doi.:10.1016/j.theriogenology.2006.07.012.

Singh, R., Singh, K. P., Cherian, S., Saminathan, M., Kapoor, S., Manjunatha Reddy, G. B., Panda, S., and Dhama, K. (2017). ‘Rabies - epidemiology, pathogenesis, public health concerns and advances in diagnosis and control: a comprehensive review’; Vet Quarterly; 37(1):212–251. doi.:10.1080/01652176.2017.1343516.

Young, B., Dewey, C., Poljak, Z., Rosendal, T., and Carman, S. (2010). ‘Clinical signs and their association with herd demographics and porcine reproductive and respiratory syndrome (PRRS) control strategies in PRRS PCR-positive swine herds in Ontario’; Canadian J Vet Res = Rev Canadienne Recherche Veterinaire; 74(3):170–177.

Rudova, N., Buttler, J., Kovalenko, G., Sushko, M., Bolotin, V., Muzykina, L., Zinenko, O., Stegniy, B., Dunaiev, Y., Sytiuk, M., Gerilovych, A., Drown, D. M., Bortz, E., and Solodiankin, O. (2022). ‘Genetic Diversity of Porcine Circovirus 2 in Wild Boar and Domestic Pigs in Ukraine’; Viruses; 14(5):924. doi.:10.3390/v14050924.

Uryvaev, L. V., Dedova, A. V., Dedova, L. V., Ionova, K. S., Parasjuk, N. A., Selivanova, T. K., Bunkova, N. I., Gushina, E. A., Grebennikova, T. V., and Podchernjaeva, R. J. (2012). ‘Contamination of cell cultures with bovine viral diarrhea virus (BVDV)’; Bull Exp Biol Med; 153(1):77–81. doi.:10.1007/s10517-012-1648-1.

van Kuppeveld, F. J., Johansson, K. E., Galama, J. M., Kissing, J., Bölske, G., van der Logt, J. T., and Melchers, W. J. (1994). ‘Detection of mycoplasma contamination in cell cultures by a mycoplasma group-specific PCR’; App Env Microbiol; 60(1):149–152. doi.:10.1128/aem.60.1.149- 152.1994.

Uphoff, C. C., and Drexler, H. G. (2011). ‘Detecting mycoplasma contamination in cell cultures by polymerase chain reaction’; Methods Molec Biol; (Clifton, N.J.); 731:93–103. doi.:10.1007/978-1-61779-080-5_8.

Goraichuk, I., Sharma, P., Stegniy, B., Muzyka, D., Pantin-Jackwood, M. J., Gerilovych, A., Solodiankin, O., Bolotin, V., Miller, P. J., Dimitrov, K. M., and Afonso, C. L. (2016). ‘Complete Genome Sequence of an Avian Paramyxovirus Representative of Putative New Serotype 13’; Genome Announcements; 4(4):e00729-16. doi.:10.1128/genomeA.00729-16.

Pyskun, A., Ukhovskyi, V., Pyskun, O., Nedosekov, V., Kovalenko, V., Nychyk, S., Sytiuk, M., and Iwaniak, W. (2019). ‘Presence of Antibodies Against Leptospira interrogans Serovar hardjo in Serum Samples from Cattle in Ukraine’; Polish J Microbiol; 68(3):295–302. doi.:10.33073/pjm-2019- 031.

Sytiuk, M. P., Bezymennyy, M. V., Halka, I. V., Uhovskyy, V. V., Muzykina, L. M., Lavalley, M., Nychyk, S. A., Nedosekov, V. V., Howard, M. W., and Bortz, E. (2022). ‘Seroprevalence of Enzootic Teschen Disease in the Wild Boar Population in Ukraine’; Vector Borne Zoonotic Dis; (Larchmont, N.Y.); 22(2): 138–147. doi.:10.1089/vbz.2021.0063.

Tarasov, O., Kovalenko, G., Muzykina, L., Bezymennyi, M., Bortz, E., and Drown, D. M. (2022). ‘Genome Sequence of Erysipelothrix sp. Strain Poltava, Isolated from Acute Septic Erysipelas of Swine in Ukraine’; Microbiol Res Announcements; 11(8):e0043822. doi.:10.1128/mra.00438-22.

Bolotin, V., Kovalenko, G., Marchenko, N., Solodiankin, O., Rudova, N., Kutsenko, V., Bortz, E., Gerilovych, A., and Drown, D. M. (2021). ‘Complete Genome Sequence of Brucella abortus 68, Isolated from Aborted Fetal Sheep in Ukraine’; Microbiol Res Announcements; 10(10):e01436-20. doi.:10.1128/MRA.01436-20.

Sapachova, M., Kovalenko, G., Sushko, M., Bezymennyi, M., Muzyka, D., Usachenko, N., Mezhenskyi, A., Abramov, A., Essen, S., Lewis, N. S., and Bortz, E. (2021). ‘Phylogenetic Analysis of H5N8 Highly Pathogenic Avian Influenza Viruses in Ukraine, 2016-2017’; Vector Borne Zoonotic Dis; (Larchmont, N.Y.); 21(12):979–988. doi.:10.1089/vbz.2021.0031.

Kovalenko, G., Ducluzeau, A. L., Ishchenko, L., Sushko, M., Sapachova, M., Rudova, N., Solodiankin, O., Gerilovych, A., Dagdag, R., Redlinger, M., Bezymennyi, M., Frant, M., Lange, C. E., Dubchak, I., Mezhenskyi, A. A., Nychyk, S., Bortz, E., and Drown, D. M. (2019). ‘Complete Genome Sequence of a Virulent African Swine Fever Virus from a Domestic Pig in Ukraine’; Microbiol Res Announcements; 8(42):e00883-19. doi.:10.1128/MRA.00883-19.

Korber, F., Zeller, I., Grünstäudl, M., Willinger, B., Apfalter, P., Hirschl, A. M., and Makristathis, A. (2017). ‘SeptiFast versus blood culture in clinical routine - A report on 3 years experience’; Wiener Klinische Wochenschrift; 129(11-12):427–434. doi.:10.1007/s00508-017-1181-3.

Li, C., Chen, X., Wen, R., Ma, P., Gu, K., Li, C., Zhou, C., Lei, C., Tang, Y., and Wang, H. (2022). ‘Immunocapture Magnetic Beads Enhanced the LAMP-CRISPR/Cas12a Method for the Sensitive, Specific, and Visual Detection of Campylobacter jejuni’; Biosensors; 12(3):154. doi.:10.3390/bios12030154.

Kuleš, J., Potocnakova, L., Bhide, K., Tomassone, L., Fuehrer, H. P., Horvatić, A., Galan, A., Guillemin, N., Nižić, P., Mrljak, V., and Bhide, M. (2017). ‘The Challenges and Advances in Diagnosis of Vector-Borne Diseases: Where Do We Stand?’; Vector Borne Zoonotic Dis; (Larchmont, N.Y.); 17(5):285–296. doi.:10.1089/vbz.2016.2074.

Das, S., Hammond-McKibben, D., Guralski, D., Lobo, S., and Fiedler, P. N. (2020). ‘Development of a sensitive molecular diagnostic assay for detecting Borrelia burgdorferi DNA from the blood of Lyme disease patients by digital PCR’; PloS one; 15(11):e0235372. doi.:10.1371/journal.pone.0235372.

Courtney, J. W., Kostelnik, L. M., Zeidner, N. S., and Massung, R. F. (2004). ‘Multiplex real- time PCR for detection of anaplasma phagocytophilum and Borrelia burgdorferi’; J Clinic Microbiol; 42(7):3164–3168. doi.:10.1128/JCM.42.7.3164-3168.2004.

Reller, M. E., and Dumler, J. S. (2018). ‘Development and Clinical Validation of a Multiplex Real-Time Quantitative PCR Assay for Human Infection by Anaplasma phagocytophilum and Ehrlichia chaffeensis’; Tropic Med Infect Dis; 3(1):14. doi.:10.3390/tropicalmed3010014.

Buchan, B. W., Jobe, D. A., Mashock, M., Gerstbrein, D., Faron, M. L., Ledeboer, N. A., and Callister, S. M. (2019). ‘Evaluation of a Novel Multiplex High-Definition PCR Assay for Detection of Tick-Borne Pathogens in Whole-Blood Specimens’; J Clinic Microbiol; 57(11):e00513-19. doi.:10.1128/JCM.00513-19.

Eshoo, M. W., Crowder, C. D., Li, H., Matthews, H. E., Meng, S., Sefers, S. E., Sampath, R., Stratton, C. W., Blyn, L. B., Ecker, D. J., and Tang, Y. W. (2010). ‘Detection and identification of Ehrlichia species in blood by use of PCR and electrospray ionization mass spectrometry’; J Clinic Microbiol; 48(2):472–478. doi.:10.1128/JCM.01669-09.

Eshoo, M. W., Crowder, C. C., Rebman, A. W., Rounds, M. A., Matthews, H. E., Picuri, J. M., Soloski, M. J., Ecker, D. J., Schutzer, S. E., and Aucott, J. N. (2012). ‘Direct molecular detection and genotyping of Borrelia burgdorferi from whole blood of patients with early Lyme disease’; PloS one; 7(5):e36825. doi.:10.1371/journal.pone.0036825.

Özenci, V., Patel, R., Ullberg, M., and Strålin, K. (2018). ‘Demise of Polymerase Chain Reaction/Electrospray Ionization-Mass Spectrometry as an Infectious Diseases Diagnostic Tool’; Clinic Infect Dis: Offic Public Infect Dis Society of America; 66(3):452–455. doi.:10.1093/cid/cix743.

Zhao, K., Hu, R., Ni, J., Liang, J., He, X., Du, Y., Xu, Y., Zhao, B., Zhang, Q., and Li, C. (2020). ‘Establishment of a porcine parvovirus (PPV) LAMP visual rapid detection method’; J Virol Methods; 284:113924. doi.:10.1016/j.jviromet.2020.113924.

Notomi, T., Okayama, H., Masubuchi, H., Yonekawa, T., Watanabe, K., Amino, N., and Hase, T. (2000). ‘Loop-mediated isothermal amplification of DNA’; Nucleic Acids Res; 28(12):E63. doi.:10.1093/nar/28.12.e63.

Aebischer, A., Wernike, K., Hoffmann, B., and Beer, M. (2014). ‘Rapid genome detection of Schmallenberg virus and bovine viral diarrhea virus by use of isothermal amplification methods and high-speed real-time reverse transcriptase PCR’; J Clinic Microbiol; 52(6):1883–1892. doi.:10.1128/JCM.00167-14.

Blomström, A. L., Hakhverdyan, M., Reid, S. M., Dukes, J. P., King, D. P., Belák, S., and Berg, M. (2008). ‘A one-step reverse transcriptase loop-mediated isothermal amplification assay for simple and rapid detection of swine vesicular disease virus’; J Virol Methods; 147(1):188–193. doi.:10.1016/j.jviromet.2007.08.023.

Kiatpathomchai, W., Jareonram, W., Jitrapakdee, S., and Flegel, T. W. (2007). ‘Rapid and sensitive detection of Taura syndrome virus by reverse transcription loop-mediated isothermal amplification’; J Virol Methods; 146(1-2):125–128. doi.:10.1016/j.jviromet.2007.06.007.

Imai, M., Ninomiya, A., Minekawa, H., Notomi, T., Ishizaki, T., Van Tu, P., Tien, N. T., Tashiro, M., and Odagiri, T. (2007). ‘Rapid diagnosis of H5N1 avian influenza virus infection by newly developed influenza H5 hemagglutinin gene-specific loop-mediated isothermal amplification method’; J Virol Methods; 141(2):173–180. doi.:10.1016/j.jviromet.2006.12.004.